Introduzione

Il glaucoma è una delle principali cause di cecità irreversibile a livello mondiale perché le cellule gangliari retiniche (CGR), che collegano l'occhio al cervello, muoiono e non possono rigenerarsi (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Senza le CGR, i segnali visivi dalla retina non possono raggiungere i centri cerebrali (come il nucleo genicolato laterale e il collicolo superiore), e quindi la vista viene persa. Gli attuali trattamenti per il glaucoma (ad esempio, la riduzione della pressione intraoculare) possono proteggere le CGR sopravvissute ma non possono ripristinare quelle già perse (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). La terapia con cellule staminali mira a sostituire le CGR perse differenziando cellule staminali pluripotenti umane (sia cellule staminali embrionali, ESC, sia cellule staminali pluripotenti indotte, iPSC) in CGR e trapiantandole nell'occhio (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). In linea di principio, questo potrebbe fornire una fonte illimitata di neuroni retinici (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Ma realizzare questa visione richiede di superare sfide enormi: le nuove CGR devono sopravvivere, far crescere assoni attraverso l'uscita dell'occhio (la lamina cribrosa) nel nervo ottico, navigare a lunghe distanze verso bersagli cerebrali precisi, formare sinapsi funzionali ed essere mielinizzate – tutto nell'ambiente inibitorio del sistema nervoso centrale adulto.

Questo articolo esamina lo stato dell'arte nella derivazione di CGR da cellule staminali umane e nel loro trapianto in modelli animali. Discuteremo poi le barriere critiche al successo – l'estensione dell'assone attraverso la lamina cribrosa, la guida verso i bersagli talamici e collicolari, la formazione delle sinapsi e la mielinizzazione – così come le questioni di sicurezza (rigetto immunitario, rischio di tumore) e i metodi di somministrazione (iniezione intravitreale vs. sottoretinica). Infine, forniremo una prospettiva realistica su quando i primi studi “first-in-human” sul glaucoma potrebbero essere fattibili e quali misure di esito richiederebbero. Per tutto il testo, ci sforziamo di essere chiari: i termini chiave sono evidenziati in grassetto e qualsiasi concetto tecnico è spiegato per un pubblico non specializzato.

Differenziazione delle CGR da Cellule Staminali Pluripotenti Umane

Gli scienziati hanno sviluppato molti protocolli per trasformare ESC o iPSC umane in neuroni simili a CGR. Tipicamente, le cellule staminali vengono prima guidate in uno stato di progenitore retinico utilizzando combinazioni di fattori di crescita e piccole molecole che mimano lo sviluppo dell'occhio (ad esempio, modulatori delle vie FGF, IGF, BMP, Wnt e Notch) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Nelle giuste condizioni, queste cellule si differenzieranno ulteriormente in CGR, il che può essere confermato da marcatori delle CGR. I marcatori chiave includono i fattori di trascrizione BRN3B (POU4F2) e ISL1, la proteina legante l'RNA RBPMS, la proteina citoscheletrica neuronale β-III tubulin (TUJ1) e la sinucleina-γ (SNCG). Infatti, uno studio ha mostrato colture derivate da PSC che esprimevano marcatori multipli di CGR: “fattori di trascrizione come BRN3, ISL1 e SNCG” sono apparsi accanto a neuriti lunghi, confermando un'identità di CGR (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Queste CGR derivate da cellule staminali assomigliano alle loro controparti naturali nell'espressione genica e nella morfologia, estendendo lunghi processi e generando potenziali d'azione.

Le CGR non sono un tipo cellulare uniforme. Esistono dozzine di sottotipi di CGR (ad esempio, cellule sensibili al movimento e selettive per la direzione, cellule centro-on/off, cellule melanopsiniche intrinsecamente fotosensibili, CGR-alfa, ecc.), ciascuno con funzioni distinte (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Studi su animali hanno catalogato oltre 30 sottotipi di CGR per anatomia e marcatori molecolari (pmc.ncbi.nlm.nih.gov), e le prove suggeriscono che gli esseri umani hanno circa 20 o più sottotipi con connettività uniche (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). In teoria, i protocolli con cellule staminali potrebbero essere sintonizzati per produrre sottotipi specifici regolando i segnali di sviluppo. In pratica, la maggior parte dei metodi attuali mira a una popolazione mista di CGR. I ricercatori verificano quindi la diversità dei sottotipi co-colorando per combinazioni di marcatori: ad esempio, uno studio sulla differenziazione delle CGR umane ha identificato CGR candidate selettive per la direzione on-off (esprimenti CART) e CGR-alfa (esprimenti SPP1/osteopontina) all'interno delle loro cellule BRN3+ (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). L'ottimizzazione della specificazione dei sottotipi è un'area di ricerca attiva, poiché ogni sottotipo di CGR (con i propri partner pre- e post-sinaptici) avrà bisogno di un'integrazione appropriata in vivo (pmc.ncbi.nlm.nih.gov).

L'efficienza e la velocità di generazione delle CGR sono migliorate. I primi protocolli richiedevano diverse settimane o mesi, ma i metodi più recenti accelerano il processo. Ad esempio, Luo et al. hanno ingegnerizzato la sovraespressione del fattore di trascrizione NGN2 più un mezzo neurotrofico per produrre neuroni simili a CGR in sole due settimane, rispetto a 1–2 mesi nelle precedenti colture 2D o 3D (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Queste cellule esprimevano marcatori delle CGR e, una volta trapiantate negli occhi di ratti adulti, “sono migrate con successo nello strato delle cellule gangliari in 1 settimana” (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Allo stesso modo, le cellule staminali pluripotenti coltivate come organoidi retinici 3D (che riproducono lo sviluppo dell'occhio) producono naturalmente CGR insieme ad altri neuroni retinici. Le CGR derivate da organoidi tendono ad avere profili di espressione genica più vicini alle CGR fetali rispetto alle colture 2D, e molti gruppi ora raccolgono cellule arricchite di CGR da organoidi per esperimenti di trapianto (pmc.ncbi.nlm.nih.gov).

Nonostante questi progressi, i rendimenti rimangono modesti e le colture sono eterogenee. I protocolli spesso producono una popolazione mista di cellule retiniche con una minoranza di CGR, e la sopravvivenza in coltura può essere limitata (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). I ricercatori usano tipicamente la selezione cellulare (ad esempio, reporter Thy1 o BRN3) per purificare le CGR prima del trapianto. Un obiettivo importante è raggiungere una purezza molto elevata, perché qualsiasi cellula indifferenziata o fuori bersaglio rischia di formare tumori. Uno studio recente ha avvertito che “per gli studi traslazionali sarà fondamentale determinare la purezza delle CGR donatrici per ridurre il rischio di formazione di teratomi” (pmc.ncbi.nlm.nih.gov).

Trapianto in Modelli Animali: Sopravvivenza e Integrazione

Numerosi studi preclinici hanno ora testato le CGR derivate da cellule staminali umane in modelli animali. Gli obiettivi includono la dimostrazione che le CGR trapiantate possano sopravvivere, integrarsi nella retina dell'ospite, emettere assoni e (in ultima analisi) trasmettere segnali. Gli esperimenti sono stati condotti principalmente su roditori (topi, ratti), ma anche su animali più grandi (gatti) e primati non umani.

Dopo aver differenziato o isolato le CGR in vitro, i ricercatori le somministrano nell'occhio dell'ospite. Le due strategie principali sono l'iniezione intravitreale (iniettare cellule nel vitreo, la cavità interna dell'occhio) o la somministrazione sottoretinica (posizionare le cellule sotto la retina). I risultati variano:

- L'iniezione intravitreale è tecnicamente semplice per colpire le CGR (che risiedono sulla superficie retinica interna). Diversi gruppi hanno iniettato sospensioni di CGR umane o CGR derivate da organoidi retinici nel vitreo di roditori. Ad esempio, Vrathasha et al. hanno iniettato circa 50.000 iPSC-CGR umane per via intravitreale in topi WS e hanno riscontrato che le cellule trapiantate si localizzavano nello strato delle cellule gangliari e sono sopravvissute per almeno cinque mesi dopo il trapianto (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Queste cellule hanno sviluppato arborizzazioni dendritiche normali e hanno generato potenziali d'azione indotti dalla luce quasi identici alle CGR native dei topi (pmc.ncbi.nlm.nih.gov), dimostrando che potevano integrarsi funzionalmente almeno nella retina. Luo et al. (2020) hanno mostrato in modo simile che cellule simili a CGR derivate da hESC (sovraesprimenti NGN2) sono migrate nello strato gangliare di ratti adulti entro una settimana (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Questi risultati sono incoraggianti, ma il numero di cellule che si integrano veramente è generalmente piccolo. Vrathasha ha riportato una media di circa 672 cellule donatrici sopravvissute per retina di topo (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) – una piccola frazione dei numeri normali di CGR – evidenziando l'ambiente impegnativo.

Un problema con le semplici sospensioni intravitreali è che le cellule spesso si aggregano o non riescono ad aderire. In un modello felino di lesione delle CGR, Becker et al. hanno scoperto che l'iniezione intravitreale di una sospensione cellulare produceva aggregazione cellulare e poca vera integrazione (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Hanno notato che l'uso di uno scaffold potrebbe migliorare la sopravvivenza e la migrazione retinica. Infatti, alcuni studi ora incorporano le CGR su scaffold di biomateriali o tessuti organoidi per supportarle. Ad esempio, organoidi retinici umani (che raccoglievano CGR al giorno di sviluppo 60–70) sono stati trapiantati sottoretinalmente negli occhi felini. Con immunosoppressione sistemica, questi innesti organoidi sono sopravvissuti per almeno 1 mese e sembravano formare contatti sinaptici con i neuroni dell'ospite (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). L'approccio sottoretinico ha garantito un contatto saldo tra il tessuto donatore e la retina, mentre le sospensioni cellulari intravitreali tendevano a galleggiare o ad aggregarsi. D'altra parte, la somministrazione sottoretinica è un intervento chirurgico più complesso e può essere limitata dallo spazio disponibile (lo spazio sottoretinico è sottile nei quadrupedi e nei primati).

Nei piccoli roditori, la somministrazione intravitreale rimane l'approccio più comune. Dopo l'iniezione, le cellule donatrici di successo sono state identificate mentre migravano nello strato delle cellule gangliari retiniche dell'ospite ed esprimevano marcatori di CGR (BRN3, RBPMS) per settimane o mesi (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Alcuni studi riportano che le cellule donatrici estendono nuovi dendriti e persino germogli assonali iniziali verso la testa del nervo ottico. Ad esempio, le hiPSC-CGR trapiantate nei topi hanno mostrato elaborate arborizzazioni dendritiche e (quando stimolate dalla luce) hanno generato potenziali postsinaptici, indicando che avevano formato sinapsi con interneuroni bipolari/amacrini (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Tuttavia, è importante essere cauti: le esperienze con i trapianti di fotorecettori mostrano che i marcatori fluorescenti trasferiti possono talvolta far sembrare che le cellule trapiantate si siano integrate quando in realtà hanno solo trasferito il colorante alle cellule dell'ospite (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Sono necessari rigorosi test di etichettatura e funzionali per confermare la vera integrazione. In tutti i casi finora, solo un sottogruppo delle CGR iniettate sopravvive e si integra. Ad esempio, Vrathasha et al. hanno iniettato 500.000 cellule ma in seguito hanno contato solo circa lo 0,13% (circa 650 cellule) come sopravvissute a 5 mesi (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Chiaramente, l'ambiente retinico dell'ospite impone forti pressioni selettive e la sopravvivenza rimane un fattore limitante.

Vie di Somministrazione: Intravitreale versus Sottoretinica

La scelta di come somministrare le CGR nell'occhio ha implicazioni pratiche e biologiche. Le iniezioni intravitreali posizionano le cellule nel gel dell'occhio (vitreo) adiacente alla retina. Questa via bagna direttamente la retina interna ma può anche esporre le cellule a sfide diffusive (devono aderire alla superficie retinica per integrarsi). Come notato sopra, le sospensioni cellulari senza supporto possono aggregarsi; la sopravvivenza può essere scarsa a meno che le cellule non migrino rapidamente nel tessuto ospite. Diversi studi hanno scoperto che gli innesti su scaffold o basati su organoidi (piuttosto che sospensioni di singole cellule) migliorano i risultati (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). La somministrazione intravitreale ha il vantaggio di una tecnica relativamente semplice (è già usata per iniezioni di farmaci e vettori di terapia genica) e di un targeting diretto delle CGR.

Al contrario, la somministrazione sottoretinica (posizionare le cellule tra la retina e l'epitelio pigmentato retinico) è tradizionalmente usata per trapianti di fotorecettori o RPE. Per i trapianti di CGR è meno intuitiva ma può fornire un contatto vantaggioso. Nello studio felino di Singh et al., gli organoidi retinici umani sono stati impiantati sottoretinalmente con stretta apposizione alla retina dell'ospite. Nonostante la necessità di immunosoppressione, questi innesti sono sopravvissuti per settimane e hanno mostrato segni di formazione di sinapsi con le cellule gangliari retiniche (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Lo stretto spazio sottoretinico ha mantenuto le cellule donatrici in posizione. Tuttavia, nei gatti e nei primati questo spazio è estremamente sottile, rendendo il targeting difficile. La chirurgia sottoretinica comporta anche un rischio maggiore per la retina dell'ospite. Pertanto, l'iniezione intravitreale rimane l'approccio standard nei roditori, mentre strategie sottoretiniche o epiretiniche (sulla superficie retinica) possono essere esplorate in occhi più grandi.

In sintesi, l'iniezione intravitreale è più facile ma spesso richiede scaffold o un elevato numero di cellule per qualsiasi sopravvivenza (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Gli innesti/cluster sottoretinici possono ottenere un contatto saldo (come nello studio sui gatti di Singh (pmc.ncbi.nlm.nih.gov)), ma pongono sfide chirurgiche. Entrambe le vie sono oggetto di indagine, ed è possibile che i futuri protocolli combinino l'incorporazione delle cellule in scaffold o gel biocompatibili per massimizzare l'interfaccia donatore-ospite.

Barriere alla Rigenerazione e Connettività degli Assoni

Anche se le CGR trapiantate sopravvivono e si posizionano nell'occhio, ostacoli importanti bloccano la loro capacità di trasmettere la visione al cervello. In un sistema nervoso centrale normale (adulto), le fibre del nervo ottico danneggiate non ricrescono bene. Le CGR trapiantate affrontano lo stesso ambiente ostile. Le barriere chiave includono:

Crescita degli Assoni attraverso la Lamina Cribrosa

La lamina cribrosa è una struttura a forma di setaccio nella testa del nervo ottico dove gli assoni delle CGR escono dall'occhio. È un importante punto di strozzatura per la ricrescita. Negli esperimenti sugli animali, i ricercatori riscontrano che pochi assoni di CGR trapiantate superano questa barriera. Uno studio attento ha riportato che “quando le CGR venivano iniettate nel vitreo, poche si integravano nella retina. Delle CGR che si integravano con successo nella GCL, molte facevano germogliare assoni che crescevano verso la testa del nervo ottico ma pochi crescevano oltre la lamina cribrosa (~10%)” (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). In altre parole, il 90% dei nuovi assoni si bloccava alla lamina. La lamina contiene una densa matrice gliale ed extracellulare che probabilmente produce segnali inibitori e barriere fisiche. Superare questo ostacolo potrebbe richiedere o l'ingegnerizzazione degli assoni donatori (ad esempio, aumentando le vie pro-crescita come mTOR o Wnt) o la modifica dell'ambiente della lamina (ad esempio, applicando enzimi o neutralizzando molecole inibitorie). Questo problema è analogo a qualsiasi lesione del midollo spinale: la proprietà del SNC di fallimento della rigenerazione assonale. Ciò suggerisce che anche se posizioniamo le CGR nell'occhio, far entrare i loro assoni nel nervo ottico richiederà stimoli pro-rigenerativi molto forti.

Guida verso i Bersagli Cerebrali

Supponendo che gli assoni delle CGR possano uscire dall'occhio, la prossima sfida è la guida assonale su lunghe distanze verso i bersagli corretti (principalmente il nucleo genicolato laterale (LGN) nel talamo e il collicolo superiore nel mesencefalo). Durante lo sviluppo, gli assoni delle CGR sono guidati da gradienti molecolari (ad esempio, proteine efrina-A/EphA) e attività retinica spontanea. I cervelli adulti generalmente mancano di questi segnali. Alcuni studi sui roditori hanno dimostrato che è possibile dirigere gli assoni delle CGR in rigenerazione per riconnettersi con il collicolo superiore: ad esempio, un modello di lesione del tratto ottico ha sovraregolato i geni pro-crescita (mTOR, JAK/STAT) e ha osservato nuove sinapsi nel collicolo (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Tuttavia, questi assoni rigenerati non hanno ripristinato la vista a meno che non fossero artificialmente supportati (vedi mielinizzazione sotto). In breve, trovare i giusti segnali di guida (o fornirli) è una questione di ricerca aperta. Gli assoni delle CGR trapiantate dovrebbero idealmente ricapitolare i segnali di guida embrionali per formare la corretta mappa retinotopica nel cervello, ma rimane poco chiaro how to ottenere ciò negli adulti.

Formazione delle Sinapsi

I nuovi assoni devono infine formare sinapsi con i neuroni bersaglio corretti. Incoraggiante è il fatto che le prove suggeriscono che le CGR trapiantate possano formare connessioni sinaptiche almeno all'interno della retina. Nello studio di Johnson et al., le CGR derivate da hiPSC che sono migrate nella GCL ospite hanno sviluppato arborizzazioni dendritiche normali. Utilizzando la colorazione dei marcatori sinaptici e la stimolazione luminosa, gli autori hanno “dimostrato la formazione di nuove e funzionali sinapsi tra le CGR donatrici e la retina dell'ospite” (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). In altre parole, le CGR trapiantate sono state in grado di connettersi con interneuroni bipolari/amacrini e trasmettere segnali alle cellule ospiti a valle, sebbene le risposte fossero alquanto più deboli rispetto alle cellule native. Questo risultato indica che, almeno a livello della retina interna, può verificarsi un cablaggio appropriato.

La formazione delle sinapsi nel cervello è ancora più difficile da ottenere e misurare. Alcuni studi di rigenerazione (non studi di trapianto di per sé) hanno indotto gli assoni delle CGR a ricrescere verso il collicolo e a formare sinapsi (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Nel modello di lesione del tratto ottico menzionato sopra, i nuovi assoni nella regione soprachiasmatica/collicolare hanno formato sinapsi, ma i topi non mostravano ancora alcun comportamento visivo misurabile. Questo è stato in seguito attribuito a una mancanza di mielina (vedi sezione successiva) piuttosto che a sinapsi difettose (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Morale della favola: la sinaptogenesi è possibile in linea di principio, ma garantire sinapsi robuste e precisamente mirate che ripristino la visione è un ostacolo importante. Probabilmente richiederà segnali “simili allo sviluppo”, come la stimolazione luminosa a pattern (onde retiniche) o il cotrapianto di glia di supporto, per guidare e rafforzare le nuove connessioni.

Mielinizzazione degli Assoni Rigenerati

Infine, gli assoni delle CGR normalmente diventano mielinizzati solo dopo aver attraversato la lamina cribrosa – una caratteristica di design interessante dell'occhio. Gli oligodendrociti (le cellule mielinizzanti del SNC) sono tenuti fuori dalla retina dalla lamina (pubmed.ncbi.nlm.nih.gov). Se l'assone di una CGR trapiantata esce dall'occhio, entra nel SNC, che ha glia mielinizzante. Tuttavia, in molti casi sperimentali i nuovi assoni rimangono non mielinizzati. Questo è importante perché gli assoni lunghi del SNC non mielinizzati conducono gli impulsi molto male. Nello studio sulla rigenerazione del tratto ottico (descritto sopra), gli autori hanno scoperto che gli assoni neoformati erano non mielinizzati, e i topi non mostravano alcun miglioramento visivo a meno che non fosse somministrata 4-aminopiridina (4-AP) – un farmaco che blocca i canali del potassio e aumenta la conduzione nelle fibre demielinizzate (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). In effetti, la 4-AP ha parzialmente ripristinato la vista compensando la mancanza di mielina. Questo risultato sottolinea il punto: anche se un assone di CGR raggiunge il suo bersaglio, senza mielina non condurrà i segnali abbastanza velocemente per la visione. Garantire una corretta mielinizzazione – forse co-trapiantando precursori di oligodendrociti o stimolando la glia dell'ospite – sarà cruciale.

In sintesi, le CGR trapiantate affrontano una prova difficile: solo poche superano la lamina cribrosa (pmc.ncbi.nlm.nih.gov), devono trovare il corridoio corretto per i bersagli cerebrali, formare sinapsi appropriate e quindi essere rivestite di mielina. Ogni passo attualmente ha solo un successo parziale nei modelli animali. Superare queste barriere è un'area di ricerca attiva nella neuro-rigenerazione.

Sfide Immunitarie e di Sicurezza

L'occhio è relativamente immuno-privilegiato, ma il trapianto di cellule comporta comunque il rischio di attacco immunitario. Se le cellule donatrici sono autologhe (dalle iPSC del paziente stesso), il rigetto è minimo ma la complessità tecnica è elevata. Le cellule allogeniche (da un altro donatore o da una linea cellulare staminale) sono più facili da produrre ma possono essere attaccate dal sistema immunitario dell'ospite. Negli studi sugli animali, i ricercatori usano spesso farmaci immunosoppressori per promuovere la sopravvivenza dell'innesto. Ad esempio, nello studio sul trapianto di organoidi di gatti, l'immunosoppressione sistemica era necessaria affinché l'innesto sopravvivesse e formasse connessioni (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Senza immunosoppressione, le cellule xenogeneiche vengono rapidamente eliminate. È interessante notare che la maggior parte degli studi preclinici sui trapianti retinici riporta solo un'infiammazione di basso grado piuttosto che un rigetto completo – un beneficio delle barriere dell'occhio (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Tuttavia, il successo a lungo termine richiederà probabilmente un'immunosoppressione transitoria o tecniche avanzate (come il “mascheramento” delle cellule con rivestimenti immuno-evasivi) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Qualsiasi futuro studio sull'uomo dovrebbe affrontare questo problema in modo che le CGR donatrici non vengano uccise dalle cellule T dell'ospite.

Una preoccupazione correlata è la tumorigenicità. Le cellule staminali pluripotenti possono formare teratomi se vengono trapiantate cellule indifferenziate. Anche un piccolo numero di PSC contaminanti nella preparazione delle CGR potrebbe essere disastroso. Pertanto, i ricercatori sottolineano l'elevata purezza della popolazione trapiantata. Vrathasha et al. notano che è “fondamentale determinare la purezza delle CGR donatrici per ridurre il rischio di formazione di teratomi” (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Ciò richiede un controllo qualità rigoroso – ad esempio, la selezione delle cellule tramite reporter specifici per le CGR o l'uso della citometria a flusso, e test tramite metilazione genomica o saggi di espressione genica per garantire che non rimangano cellule pluripotenti (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Finora, non sono stati segnalati tumori negli esperimenti di trapianto di CGR su piccoli animali, ma la traslazione clinica richiederà una purificazione e test di rilascio estremamente rigorosi di qualsiasi prodotto a base di cellule staminali.

Prospettive: Verso Studi Clinici Umani per il Glaucoma

Date le formidabili sfide di cui sopra, quando ci si potrebbe ragionevolmente aspettare un primo studio clinico di sostituzione delle CGR nei pazienti con glaucoma? Purtroppo, la risposta è probabilmente “non presto”. Il campo è ancora nelle prime fasi precliniche (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Ad oggi, nessuno studio sull'uomo è registrato specificamente per il trapianto di CGR nel glaucoma. Le “cliniche di cellule staminali” esistenti (ad esempio, studi fuorvianti su cellule adipose o del midollo osseo autologhe) si sono concentrate su approcci ad hoc e, in modo eclatante, hanno causato danni (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). I pazienti dovrebbero essere cauti riguardo a terapie non provate che eludono la supervisione della FDA. Studi legittimi “first-in-human” richiederebbero una solida prova di concetto negli animali che affronti ogni barriera, e dati di sicurezza robusti. Questo potrebbe richiedere molti anni.

Una prospettiva pragmatica è che piccoli studi di sicurezza potrebbero iniziare tra la fine degli anni 2020 e gli anni 2030, se i progressi continuano. I candidati sarebbero probabilmente pazienti con malattia molto avanzata (dove la retina e il nervo ottico potrebbero essere in gran parte disconnessi), o al contrario quelli in fase intermedia della malattia (per massimizzare la possibilità di qualsiasi beneficio). Gli endpoint primari sarebbero inizialmente la sicurezza: assenza di reazioni infiammatorie avverse o formazione di tumori nell'occhio. Gli endpoint secondari mirerebbero a rilevare eventuali segni anatomici o funzionali di “attecchimento” dell'innesto. Ad esempio, l'imaging della retina (tomografia a coerenza ottica) potrebbe cercare un ispessimento dello strato di fibre nervose retiniche o dello strato di cellule gangliari dove sono state iniettate le cellule. Test elettrofisiologici, come l'elettroretinogramma a pattern (PERG) o i potenziali evocati visivi (VEP), potrebbero rivelare risposte elettriche originate dalle cellule innestate. In ultima analisi, i test funzionali della vista (come i campi visivi o la sensibilità al contrasto) sarebbero importanti, ma anche la dimostrazione del ripristino di un piccolo arco di visione sarebbe rivoluzionaria. Per analogia, recenti studi di terapia genica per malattie retiniche ereditarie misurano gli esiti in categorie strutturali vs. funzionali (pmc.ncbi.nlm.nih.gov); si applicherebbero categorie simili (anatomia OCT, elettrofisiologia, funzione visiva, visione riportata dal paziente).

In sintesi, sebbene ci sia un cauto ottimismo, qualsiasi linea temporale pratica è lunga. Ciascuno dei passaggi sopra delineati necessita di perfezionamento. Un primo studio realistico potrebbe essere progettato a metà o fine degli anni 2030, a condizione di scoperte nella rigenerazione assonale e profili di sicurezza. Candidati ed endpoint sarebbero scelti con cura: probabilmente endpoint incentrati sulla sicurezza, seguiti da surrogati di integrazione (imaging, elettrofisiologia) prima di aspettarsi guadagni visivi misurabili. In altre parole, il campo deve bilanciare la speranza con il realismo – perseguire la sostituzione delle CGR sarà una maratona di ricerca piuttosto che uno sprint veloce.

Conclusione

Sostituire le CGR perse nel glaucoma con controparti coltivate in laboratorio è un'idea entusiasmante ma nascente. In vitro, le cellule staminali pluripotenti umane possono essere indotte a formare cellule simili a CGR che esprimono marcatori chiave e persino alcune caratteristiche di sottotipo (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Studi di trapianto negli animali hanno dimostrato che una frazione di queste cellule può sopravvivere per mesi, integrarsi nei circuiti retinici e potenzialmente formare sinapsi (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pmc.ncbi.nlm.nih.gov). Tuttavia, rimangono enormi barriere. La crescita assonale oltre la lamina cribrosa è scarsa (pmc.ncbi.nlm.nih.gov), la guida verso i bersagli centrali è insufficientemente controllata, le sinapsi sono deboli o assenti e gli assoni mancano di mielina (pmc.ncbi.nlm.nih.gov) (pubmed.ncbi.nlm.nih.gov). Inoltre, devono essere gestiti il rigetto immunitario e i rischi di tumore. Per ora, i ricercatori continuano ad affrontare ogni sfida a turno. Fino a quando non potremo far crescere, somministrare e connettere in modo affidabile le CGR derivate da cellule staminali, i trapianti che ripristinano la vista rimarranno in laboratorio. Ma il costante progresso offre una certa speranza: con continua innovazione e cautela, il sogno della sostituzione delle CGR “dal piatto di Petri al tratto ottico” potrebbe un giorno passare dall'esperimento alla cura.